共轉染是將一種以上類型的核酸引入真核細胞的過程。組合的一些例子包括多個質粒DNA ,siRNA和質粒DNA ，以及多個miRNAs進入同一個細胞。通常，多質粒DNA共轉染的目的是將一種以上的外源基因導入宿主細胞。其應用之一是生產(chǎn)由幾種質粒DNA成分組成的合成病毒或雜交載體。一個例子是在HEK293細胞系中，用轉移、包膜和包裝載體等幾種質粒載體生成慢病毒。此外，多個質粒DNA的共轉染也可以應用于蛋白質-蛋白質相互作用(PPI)研究，以研究一種蛋白質與另一種蛋白質之間的關系。肌內注射脂質體不能引起強烈的毒性反應，這與肺內或靜脈注射途徑的情況不同。廣西轉染試劑公司

選擇合適的轉染試劑可能取決于幾個因素，包括轉染核酸的類型和轉染的復雜性(單轉染或共轉染)。一些試劑如Effectene和TransIT-X2是專門用于質粒DNA轉染的，而一些試劑如Lipofectamine RNAiMAX更適合于小寡核苷酸的轉染。哺乳動物原代細胞由于其有限的壽命和有限的擴增能力，通常比其他細胞類型更不容易受到轉染。非脂質體試劑在轉染人原代細胞方面優(yōu)于脂質體試劑，包括PEC、HASMC和HAEC、人原代成肌細胞和AGS。相比之下，據(jù)報道，基于脂質體的試劑(如Lipofectamine和DharmaFECT家族)在轉染其他原代人細胞(如原代臍帶靜脈內皮細胞(HUVEC)和BM-MSC方面比非脂質體試劑產(chǎn)生更高的轉染效率。寧夏轉染試劑性價比高在選擇合適的小RNA分子進行轉染相關功能分析之前，應先確定其實驗需要。

deae-葡聚糖是一種化學修飾的葡聚糖類似物。通過用二乙基氨基乙基修飾，右旋糖酐鏈的酰胺化很容易被質子化，這使得它可以自組裝成帶負電荷核酸的納米顆粒。deae -葡聚糖是***個用于核酸轉染的陽離子聚合物。早在20世紀50年代，它就極大地增強了脊髓灰質炎病毒和SV40病毒DNA在哺乳動物細胞中的轉染。隨后，deae -葡聚糖被廣泛應用于RNA或DNA的轉染。然而，由于以下原因，deae -葡聚糖并沒有作為比較好候選物:轉染效率遠低于脂質體等其他試劑;deae -葡聚糖的細胞毒性和免疫原性不容忽視。

基于非病毒的轉染方法可以進一步分為物理/機械方法和化學方法。常用的物理/機械轉染方法包括電穿孔、聲孔、磁***、基因顯微注射和激光照射。電穿孔是一種常用的物理轉染方法，利用電壓瞬間增加細胞膜通透性，允許外來核酸進入。這種方法通常用于轉染原代細胞、干細胞和B細胞系等難以轉染的細胞。然而，使用高壓可能導致細胞壞死、凋亡和長久性細胞損傷。超聲輔助轉染或超聲穿孔涉及使用微泡技術在細胞膜上制造孔，以減輕遺傳物質的轉移，而激光照射輔助轉染使用激光束在質膜上制造小孔，允許外來遺傳物質進入。與電穿孔一樣，超聲穿孔和激光輔助轉染也有破壞細胞膜和不可逆細胞死亡的風險。相比之下，磁輔助轉染，或使用磁力來幫助轉移外來遺傳物質的磁轉染，似乎對生物的破壞性較盡管效率較低，但對宿主細胞的破壞較小。另一方面，基因顯微注射涉及使用特定的針刺穿細胞，將所需的核酸注射到宿主細胞的細胞核中。然而，這項技術需要經(jīng)過專門訓練的人員或機器人系統(tǒng)，他們可以高精度地執(zhí)行程序，以防止細胞損傷，因此在基因***等臨床應用中具有重要價值。與物理或機械轉染方法相比，化學轉染涉及使用專門設計的化學品或化合物來幫助將外源核酸轉移到宿主細胞中。影響物理轉染或機械轉染效率的因素在很大程度上取決于這些方法的基本原理。

流式細胞術可以更精確地定量表達特定熒光基因的細胞，以評估轉染效率。另一種評估轉染效率的方法是通過監(jiān)測轉染后的特定蛋白表達。將轉基因引入細胞可能會改變由轉基因或細胞中其他基因編碼的蛋白質的表達。同樣，轉染小RNA也可以調節(jié)宿主細胞中特定下游遺傳靶點的表達。免疫印跡和免疫熒光染色可用于評估轉染后蛋白表達的變化。在這兩種方法中，使用特異性抗體結合靶蛋白是至關重要的，后者需要使用與一抗結合的熒光標記二級抗體來檢測感興趣的蛋白質。另一方面，在免疫印跡中，可以使用辣根過氧化物酶(HRP)偶聯(lián)的二抗與一抗結合，進行特異性蛋白檢測。免疫印跡法允許對蛋白質表達進行半定量，而免疫熒光染色法允許通過熒光顯微鏡或流式細胞術進行定量檢測。通過檢查特定蛋白表達來評估轉染效率更具可重復性和直接性。然而，使用抗體所固有的非特異性蛋白質結合問題和獲得假陰性結果的可能性，這可能是由于不及時測定蛋白質表達引起的，仍然是使用這些方法的缺點。評估轉染效率至關重要，特別是在需要高轉染效率以保證特定下游靶標轉錄后調控的功能研究中。小鼠轉染試劑細胞實驗

研究人員集中研究了將合成t細胞免疫原作為DNA疫苗使用的方法。廣西轉染試劑公司

在腺病毒載體或脂質體的全身遞送后，轉基因表達相對短暫。靜脈注射脂叢的肺表達比給藥后第1天和第2天觀察到的比較大表達量每周減少約1log。造成這種現(xiàn)象的機制可能有以下幾種:(a)產(chǎn)生針對外源基因產(chǎn)物的新***抗體，(b)細胞因子介導的啟動子關閉，(c)通過凋亡、先天或適應性免疫反應根除表達細胞以及（d）表達基因的細胞因細胞凋亡而減少是導致表達減少。這些機制具有重要意義，因為不可能重復給藥，而且轉基因凈表達會隨著時間的推移而減少。盡管通過中和或消除細胞因子的產(chǎn)生可以提高肺中的基因表達水平。靜脈給藥引起的毒性可能是由于小鼠轉氨酶水平的增加，在相同劑量下，小鼠肝臟出現(xiàn)組織病理學病變，但肺部沒有不良反應。這種增加可以通過使用較少的細胞毒性陽離子脂質體（CLs）來控制。轉氨酶的釋放歸因于未甲基化的堿基，如pDNA序列中的胞嘧啶和鳥嘌呤。廣西轉染試劑公司